cabecera
PV ARGOS 44/2014    

Anestesia general inhalatoria en el paciente equino

Anestesia general inhalatoria en el paciente equino
La anestesia inhalatoria es el procedimiento anestésico de elección cuando se llevan a cabo intervenciones quirúrgicas importantes de media-larga duración, pero requiere de una serie de equipos y de personal bien formado.
María Sánchez Guijo, Jerónimo Martínez Pino y Marta González Arguedas trabajan en el Hospital Veterinario Sierra de Madrid (www.hvsmveterinario.com)

Para ver todas la imágenes de este artículo, haga click aquí

A diferencia de la anestesia intravenosa, la anestesia inhalatoria se realiza en procedimientos quirúrgicos mayores y de media-larga duración. La técnica requiere conocimientos más amplios para llevarla a cabo correctamente. Los equipos necesarios de vaporización del agente inhalatorio, circuito anestésico, soporte ventilatorio y monitorización son caros y complejos. Sin embargo, es el tipo de anestesia más común y no supone el acúmulo en el organismo del paciente de los anestésicos empleados, como ocurre en la anestesia intravenosa.
A continuación, se expone un artículo en el que se explica el protocolo de anestesia general inhalatoria seguido en el Hospital Veterinario Sierra de Madrid.

Proceso de intubación tras el derribo del paciente en el box de inducción.
Preparación del paciente previa anestesia
Antes de anestesiar a un paciente, se retira la alimentación sólida 12 horas antes de la cirugía. Es importante conocer su historia clínica y hacerle un examen físico completo, prestando principal atención a la función cardiovascular y respiratoria y una analítica sanguínea evaluando como mínimo su hematocrito y proteínas totales.
Colocamos una vía de acceso a la vena yugular (catéter 12-16 G), por donde administramos la medicación antibiótica y antiinflamatoria, la premedicación anestésica, la inducción, fluidos y cualquier fármaco que sea necesario en caso de complicaciones durante la anestesia. También es preciso cepillarle y limpiarle, eliminando restos de polvo y suciedad, limpiarle los cascos y enjuagarle la boca con clorhexidina diluida.
La anestesia, ya sea inhalatoria o intravenosa, consta de cuatro fases: premedicación, inducción, mantenimiento y recuperación (educción).

Premedicación
Consiste en la administración intravenosa de determinados fármacos que inducen en el animal un estado de tranquilización/sedación, que facilita su manejo, permite reducir la dosis de otros anestésicos y mejorar la calidad de la inducción (figura 1).
Los fármacos que generalmente se usan en la premedicación anestésica son de los siguientes tipos (tabla 1):
  • Agonistas de los receptores adrenérgicos alfa-2 (xilacina, detomidina, medetomidina, dexmedetomidina, romifidina). Producen sedación profunda, analgesia y relajación muscular con cierto grado de ataxia. Tras su administración intravenosa, su efecto comienza a los 2-3 minutos, con una duración de 30 minutos aproximadamente para la xilacina, seguido por la detomidina y la romifidina (esta última es la más duradera).
    Los efectos no deseados de este tipo de fármacos incluyen bradicardia sinusal marcada durante la primera media hora (disminución del gasto cardiaco), aumento transitorio de la presión arterial (PA) seguido de un descenso de la misma, pudiendo producir bloqueos A-V de 1º y 2º grado, depresión respiratoria leve, disminución de la motilidad, hiperglucemia y micción copiosa.
    Estos agentes son los más empleados en la premedicación anestésica de rutina en el caballo.
  • Fenotiacinas (acepromacina). Producen tranquilización leve y mínima ataxia. El comienzo de su acción es lento, tras su administración IV el efecto pico demora 15-20 minutos y tiene una duración de 2-3 horas. Este fármaco se administra en la premedicación, antes del empleo de los agonistas de los receptores alfa-2, y se considera muy útil en caballos nerviosos.
    En cuanto a sus efectos secundarios, la acepromacina produce vasodilatación periférica, tiene efecto protector frente arritmias cardiacas (por catecolaminas) y disminuye la mortalidad/morbilidad de las anestesias, pero produce prolapso peniano y rara vez priapismo (no aconsejado en sementales).
    Produce también hipotensión al bloquear la transmisión alfa-1-adrenérgica encargada de mantener el tono vascular (puede durar 12 horas) con lo que no es aconsejado su empleo en caballos hipovolémicos o deshidratados.

Tabla 1. Agentes utilizados en équidos como premedicación anestésica.
*Agente usado como premedicación en el Hospital Veterinario Sierra de Madrid.

Inducción
Tras la premedicación, una vez el paciente está correctamente sedado, se continúa con la inducción, que consiste en la administración intravenosa de fármacos que inducen en el animal depresión del SNC (sistema nervioso central) y permiten su derribo y manejo hasta la mesa de quirófano.
Podemos elegir entre diversos protocolos que combinan fármacos como: tiopental sódico (barbitúrico), ketamina o tiletamina (antagonistas receptores NMDA-agentes disociativos), junto con guaifenesina (relajante muscular de acción central) y/o diacepam (Benzodiacepina). En potros, podemos inducir la anestesia directamente mediante la administración de anestésicos inhalatorios a través de una mascarilla.
El protocolo más comúnmente empleado consiste en una inducción conjunta de ketamina-diacepam (tabla 2):
  • Ketamina. Agente disociativo inductor de depresión del SNC durante aproximadamente 10-15 minutos, con buena analgesia pero con efecto cataléptico y de rigidez muscular. Su uso como fármaco aislado está desaconsejado por los efectos adversos mencionados. Se aconseja la mezcla con una benzodiacepina (diacepam).
    La depresión cardiovascular y respiratoria que produce son mínimas y menores que los barbitúricos. Dosis crecientes no alargan tanto la recuperación como el tiopental sódico.
  • Diacepam. Benzodiacepina con efecto relajante muscular de acción central con una duración de 1 a 4 horas. No produce analgesia ni sedación. Produce poca depresión cardiovascular, aunque pueden potenciar la depresión respiratoria de otros fármacos.

Tabla 2. Agentes utilizados en équidos en la inducción anestésica.

La premedicación e inducción anestésica se administran en un box de inducción acolchado, donde el caballo, tras su administración, cae de manera controlada hasta el decúbito esternal y posteriormente en decúbito lateral. Existen diversos métodos de derribo. El Hospital Veterinario Sierra de Madrid dispone de un box de inducción de compresión (figura 2) que incorpora una puerta giratoria que facilita este proceso.
Una vez inducido el paciente, mientras el resto del equipo prepara al animal para subirlo en la grúa y colocarlo en la mesa de quirófano, el anestesista procede a la intubación endotraqueal del paciente. Este proceso (figura 3) consiste en colocar un abrebocas entre los dientes incisivos y estirar la cabeza y el cuello para facilitar el paso del traqueotubo lubrificado, hasta alcanzar el tercio medio-distal de la traquea cervical (convexidad del traqueotubo siempre hacia arriba). Una vez introducido, se insufla el manguito (Cuff/balón de neumotaponamiento), permitiendo el cierre hermético entre la traquea y el tubo, con el fin de aislar la vía aérea.

Imagen de la máquina anestésica, circuito semicerrado circular “Surgivet” y respirador automático.
Mantenimiento
En anestesia equina, el mantenimiento de la anestesia general inhalatoria debe hacerse mediante un circuito semicerrado. Existen dos tipos de circuitos: “to and fro” o “vaivén”, el cual está muy anticuado y, aunque el mecanismo es muy sencillo, cuenta con una serie de desventajas que hacen que actualmente no sea una opción valorable. El circuito más adecuado es el “semicerrado circular” que va a permitir una ventilación adecuada del paciente y un mantenimiento anestésico correcto con un consumo de gas fresco muy moderado.
El Hospital Veterinario Sierra de Madrid cuenta con una máquina de anestesia SurgiVet con un circuito semicerrado circular y un respirador automático de mecanismo neumático (figura 4).
El caballo se coloca sobre la mesa de quirófano y se conecta al circuito de la máquina de anestesia, a través del cual, por la rama inspiratoria se le administra la mezcla anestésica (oxígeno y anestésico inhalatorio) del balón reservorio (15-30 litros) y por la rama espiratoria viajan los gases espirados atravesando la cal sodada (reservorio de cal de 5-10 litros).
Los anestésicos inhalatorios usados son el halotano, el isoflurano y el sevoflurano. Éstos son líquidos que se evaporan con facilidad a temperatura ambiente y presión atmosférica. El Hospital Veterinario Sierra de Madrid trabaja con isoflurano/sevoflurano.
Antes de comenzar la anestesia, debemos comprobar el nivel del anestésico en el vaporizador, que la cal sodada no esté agotada, que el oxígeno esté funcional y que no existan fugas en el circuito (ocluir el extremo del circuito que se conecta al tubo endotraqueal, cerrar la válvula espiratoria y abrir el flujo de oxígeno; si la presión se mantiene, no existen fugas).
Durante los primeros minutos de la anestesia el vaporizador, que permite controlar la cantidad de anestésico inhalatorio liberado al circuito, se mantiene a un nivel elevado, para conseguir lo antes posible una concentración alveolar que permita una adecuada y rápida captación de anestésico por los tejidos del paciente, y conseguir un plano anestésico satisfactorio. Para ello, también es conveniente utilizar flujos de gas fresco altos al comienzo de la anestesia, pasando posteriormente a bajos flujos (10 ml/kg/min) para el ahorro anestésico (tabla 3).

Tabla 3. CAM (concentración alveolar mínima) de los anestésicos inhalatorios más empleados en caballos y la concentración recomendada de los mismos en el vaporizador, durante el inicio y posterior mantenimiento de la anestesia.

Cuando el paciente se encuentra en un plano anestésico adecuado (tabla 4), la fracción espirada del agente se va reduciendo hasta el nivel que nos permite mantener al caballo en un plano óptimo.

Tabla 4. Muestra alguno de los parámetros que dan información a cerca del plan anestésico.

  • Isoflurano. Agente inhalatorio con menor solubilidad en sangre y tejido adiposo que el halotano, proporcionando una inducción y una recuperación más rápidas. Produce depresión miocárdica, pero menor que el halotano, y vasodilatación periférica (hipotensión). No sensibiliza el corazón a las arritmias inducidas por catecolaminas. Produce depresión del centro respiratorio algo mas potente que el halotano: disminuye la frecuencia respiratoria (FR), aunque no tanto el volumen minuto, y la respuesta al incremento del dióxido de carbono en sangre. Prácticamente todo el isoflurano se elimina a través de los pulmones sin modificaciones y una mínima cantidad (0,25%) sufre biodegradación en hígado y se elimina por riñón. Esto supone una recuperación más corta y una menor afección al riñón y al hígado.
  • Sevoflurano. Agente inhalatorio con menor solubilidad en sangre y en tejido adiposo que el isoflurano y el halotano, acompañándose de una inducción y recuperación más rápidas. Pero, por este motivo, debe mantenerse precaución en la inducción por posible sobredosis y se aconseja una recuperación con administración de sedación. Su efecto cardiovascular y respiratorio se asemeja al producido por el isoflurano. Todavía su empleo no es mayoritario en los équidos, debido a su elevado coste económico, pero el Hospital Veterinario Sierra de Madrid suele emplearlo en procedimientos de corta duración como en diagnóstico por RM (Resonancia Magnética) (figura 5).
Monitor hemodinámico.
Monitorización del paciente durante la anestesia
El anestesista debe ser consciente del estado del paciente en todo momento, y estar preparado para intervenir o advertir al cirujano ante cualquier cambio. Por este motivo es necesaria y realmente importante la monitorización exhaustiva del paciente.

1. Monitorización hemodinámica. El objetivo es asegurar una adecuada perfusión tisular, lo cual es monitorizado de forma indirecta a través de los siguientes parámetros:
  • Pulso periférico (28-50 pulsaciones por minuto), que se evalúa cada cinco minutos en alguna arteria accesible como facial, facial transversa, metatarsiana, metacarpiana o digital común. También informa indirectamente de la contractibilidad cardiaca.
  • Color de las mucosas y tiempo de relleno capilar (TRC). El primero de ellos también puede aportar información sobre el grado de oxigenación de la sangre, aunque no empieza a modificarse hasta que los niveles de los gases sanguíneos están muy alterados. Se evalúan en la mucosa gingival (figura 6).
  • Presión arterial (PA), que informa del estado hemodinámico del animal y de los efectos que los fármacos administrados producen a nivel del mismo. También es un parámetro muy útil para evaluar la profundidad anestésica (un aumento agudo puede preceder al movimiento del caballo y un descenso puede indicar una plano anestésico excesivamente profundo). Se puede medir de manera no invasiva, por medio de la oscilometría (manguito colocado en la base de la cola en adultos/potros, siendo posible también en potros su colocación en alguna de las extremidades) o monitorización Doppler, invasiva (catéter intraarterial, en la arteria facial, facial transversa o metatarsiana, unido a un prolongador con solución salina heparinizada, conectado a un transductor electromagnético, y éste a su vez a un monitor de presión arterial) (figuras 7 y 8). La PA media debe intentar mantenerse en todo momento superior a 70 mmHg (80-110 mmHg) para asegurar una correcta perfusión tisular.
  • El ECG informa de la actividad eléctrica del corazón, mostrándonos a tiempo real la frecuencia cardiaca del paciente y la existencia de arritmias. En la derivación unipolar el electrodo positivo se coloca en el tórax izquierdo, donde golpea el ápex del corazón; el negativo en la base de la yugular derecha y la toma de tierra en cualquier área aunque se suele colocar en la parte ventral del cuello.
  • Pulsioximetría (> 95%). Mide de manera no invasiva los niveles de saturación de hemoglobina en la sangre mediante una luz infrarroja a una longitud de onda determinada. Así, nos determina si el nivel de oxígeno administrado es suficiente y si el intercambio gaseoso en los pulmones es adecuado. Se coloca en cualquier parte no pigmentada del caballo: lengua (figura 9), zona no pigmentada de los belfos, tabique nasal o vulva.
2. Monitorización del aparato respiratorio. El objetivo es asegurar una oxigenación sanguínea correcta y una ventilación mantenida adecuadamente. Los parámetros monitorizados son:
  • Frecuencia respiratoria (6-20 respiraciones por minuto) y patrón respiratorio,que se evalúan cada cinco minutos, comprobando el movimiento de la pared torácica, el del balón de reserva del circuito anestésico o de la concertina, en el caso de ventilación mecánica.
  • Gasometría. La muestra se toma de sangre arterial en condiciones anaerobias. Proporciona información importante sobre los niveles de oxigenación y ventilación del paciente, así como del pH: todos los caballos desarrollan alteraciones ácido-básicas durante la anestesia, principalmente acidosis respiratoria. La alcalosis es muy rara y sólo puede detectarse por este método.
  • Capnografía (35-45 mmHg). Mide el dióxido de carbono durante todo el ciclo respiratorio. El dióxido de carbono medido al final de la espiración es similar a la concentración de dióxido de carbono alveolar, y ésta es a su vez proporcional a la concentración arterial, de manera que proporciona información a cerca del intercambio gaseoso y de la capacidad del corazón para bombear sangre a los pulmones. En la inspiración, una lectura de dióxido de carbono inspirado superior a 0 mmHg, indica que el animal está reinhalando carbónico, lo cual puede indicarnos que la cal sodada está agotada o existe un problema en las válvulas respiratorias del circuito anestésico.
En la representación gráfica se dibuja una elevación aguda con una pendiente muy pronunciada de la onda que corresponde al inicio de la espiración, continuada por una meseta que desciende bruscamente, correspondiéndose con la inspiración de gas fresco (figura 10).

Postura correcta del anestesista en el box de recuperación con un caballo extubado, con los nasotubos introducidos en cada ollar y sedado. La postura del animal también es importantísima: mano de abajo hacia delante para evitar lesiones del nervio radial y sin cabezada para que no presione y lesione el nervio facial.
3. Monitorización de la profundidad anestésica. La concentración alveolar del anestésico, que es proporcional a la tensión cerebral y por lo tanto a la profundidad de la anestesia, se puede monitorizar de forma indirecta controlando diversos parámetros como: posición del ojo, reflejos palpebral y corneal, nistagmo y lagrimeo, ausencia de respuesta a un estímulo doloroso, tono muscular o grado de relajación del músculo. Algunos de estos parámetros se asocian a determinados planos anestésicos en la tabla 4.
Otros parámetros como la PA, la FC y la FR se incrementan ante un estímulo doloroso cuando el plano anestésico no es suficientemente profundo.
Existen monitores que miden directamente la profundidad anestésica mediante el análisis de las ondas biespestrales cerebrales: “Bis ó Entropía”. Actualmente su uso está limitado a medicina humana.

4. Hoja de registro anestésico. Registro de fenómenos anestésicos y quirúrgicos significativos, fármacos administrados, dosis, hora y vía de administración, así como parámetros monitorizados cada cinco minutos.

Recuperación
Una vez finaliza la cirugía, retiramos los equipos de monitorización y fluidoterapia, cerramos el vaporizador y el oxígeno y, a continuación, desconectamos al paciente de la máquina anestésica.
Una vez que el caballo ya se encuentra en el box de recuperación (figura 11), se desinfla el manguito del traqueotubo para proceder a la extubación del paciente previo reflejo de deglución.
Para evitar obstrucciones de vías aéreas se suele recuperar al caballo empleando dos nasotubos introducidos uno en cada ollar o con un tubo endotraqueal de recuperación, ambos previamente lubrificados para facilitar el proceso.
Se recomienda la administración de sedación en la recuperación anestésica para evitar estados excitatorios que pueden complicar el levantado. La sedación en la recuperación nos proporciona algo más de margen en caso de recuperaciones demasiado rápidas y violentas, lo cual puede poner en peligro la seguridad del personal y del paciente. Utilizamos dosis bajas de sedantes, principalmente, agonistas de los receptores adrenérgicos alfa-2 (tabla 5).

Tabla 5. Sedación en la recuperación anestésica.


En todo momento controlamos el movimiento ocular (nistagmo), pulso, color de las mucosas, la respiración y flujo adecuado de aire a través de los ollares.
Una vez que todo esté listo para su levantado, dejamos al animal en un ambiente tranquilo, sin ruidos y con luz tenue para evitar en lo posible que el paciente se levante prematuramente. Problemas que se han desarrollado durante la anestesia/cirugía, pueden hacerse evidentes en la recuperación, por ejemplo neuropatías o miopatías, de manera que durante el tiempo de recuperación el anestesista vigila en todo momento al paciente, verificando también que respira de forma adecuada y se levanta sin complicaciones.

Complicaciones más frecuentes de la anestesia inhalatoria en caballos
A continuación se expone un listado con las complicaciones anestésicas más frecuentes:
  • Hipotensión (PAM < 60 mmHg). Para aumentar la presión arterial media en caso de hipotensión es necesario reducir el plano anestésico (en la medida de lo posible), administrar fluidos intravenosos para aumentar el volumen sanguíneo (como por ejemplo lactato de Ringer, suero hipertónico (2-4 ml/kg) o coloides), administrar agentes inotrópicos como la dobutamina (1-5 ug/kg/min) y/o calcio.
  • Hipoxemia (PO2< 60 mmHg). Una vez detectada, es necesario optimizar los niveles de oxígeno mediante una adecuada ventilación y aportar mezcla rica en este gas (Fi O2 > 30%).
  • Hipercapnia (PCO2 > 50 mmHg). Es frecuente en procedimientos largos cuando la ventilación del paciente es espontánea. En este caso se recomendará una ventilación controlada adecuada.
  • Arritmias. Controlar en todo momento el ritmo cardiaco con el fin de controlar posibles arritmias que puedan aparecer y puedan ocasionar caídas de gasto cardíaco (CO).
  • Neuropatías/miopatías. Se asocian a posturas incorrectas, baja presión arterial media y/o a un mal acolchado.
  • Trauma durante la recuperación. es necesario evitar recuperaciones estresantes/prematuras dentro de lo posible.

Bibliografía

Taylor PM and Clarke KW. Manual de anestesia en equinos, Intermédica (2001).

Muir WW, Hubbell JAE, Skarda RT and Bednarski RM. Manual de anestesia veterinaria (tercera edición), Harcourt-Mosby (2001).

William W. Muir and John A.E Hubbell. Equine Anesthesia. Monitoring and emergency Therapy (second edition), Saunders-Mosby (2009).

Tom Doherty & Alex Valverde. Manual of Equine Anesthesia & Analgesia (first edicion). Blackwell Publishing, 2006.
¿Te ha parecido interesante esta noticia?   Si (8)   No(0)
Compartir en Google Bookmarks Compartir en Meneame enviar a reddit compartir en Tuenti

Comenta esta noticia (Login)
Normas de uso
  • Argos Portal Veterinaria es una web técnica para intercambio de información entre veterinarios de animales de compañía y profesionales afines; por este motivo no se publicarán comentarios de propietarios de mascotas.
  • Las opiniones vertidas en los foros de discusión son las de los internautas, en ningún caso de Argos Portal Veterinaria. No están permitidos los comentarios injuriantes o contrarios a la ley, que serán rechazados; también nos reservamos el derecho a eliminar comentarios fuera de tema.
  • La dirección de email solicitada no será publicada y en ningún caso será utilizada con fines comerciales.

Portada | Hemeroteca | Búsquedas | [ RSS - XML ] | Política de privacidad y cookies | Aviso Legal
Edita: Grupo Asís Biomedia, S.L. Centro Empresarial El Trovador, planta 8, oficina I, Plaza Antonio Beltrán Martínez, 1, 50002 Zaragoza (España) Contacto